Fig.4. Antioxidative effect of platinum nanocolloid; quenching of H2O2. 2880 μl of 20 mM H202 was placed in a quartz cuvette and 120 μl of a sample solution in water containing platinum nanocolloid or L-ascorbic acid was added to initiate quenching of H202. After 5 min incubation, the concentration of residual H202 was calculated from absorbance measured at 240 nm by the spectrophotometer. *P<0.05, ##P<0.001 significantly different form control.

Fig.5. Antioxidative effect of platinum nanocolloid; quenching of •OH. Reaction mixtures (3 ml) containing various concentrations of platinum nanocolloid, 0.2 M sodium phosphate buffer, 10 mM H2O2, 10 mM FeSO4-EDTA, 10 mM 2-deoxyribose were incubated at 37°C for 4 h. The degrees of deoxyribose oxidation were analyzed as thiobarbituric acid-reactive material. *P<0.05, #P<0.005, ##P<0.001 significantly different form control.

Fig.6. Antioxidative effect of platinum nanocolloid: quenching of DPPH radical. After mixing a solution of DPPH radicals (0.1 mM) and varying the concentration of platinum nanocolloid, the residual DPPH was measured at 517 nm. *P<0.05, #P<0.005, ##P<0.001 significantly different form control.

Fig.7. Antioxidative effect of platinum nanocolloid; quenching of NO. SNP solution was incubated alone or in combination with different concentration of platinum nanocolloids at room temperature for 6 hr incubation and nitrite levels were estimated after 6 h using Greiss reagent at 546 nm. #P<0.005, significantly different form control.

Fig.8. Effect of platinum nanocolloid on H2O2-induced cytotoxicity in HepG2 cells. The amount of LDH released into the supernatant to the total amount of LDH was measured after incubating the HepG2 cells at 37℃ for 15 min with or without platinum nanocolloid (ppm) and 100 μM H2O2. Each data value is expressed as the relative amount of the control. *P<0.05, **P<0.01, #P<0.005, significantly different form control.

Fig.9. Effect of platinum nanocolloid on H2O2-induced lipid peroxidation in HepG2 cells.
HepG2 cells were precultured in 100 mm dish for 12 hr prior to 100 μM H2O2 and/ or platinum nanocolloid (ppm) treatment for 24 hr. Data are presented as means ± SD (n=2). *P<0.05, significantly different form control.

Fig.10. Effect of platinum nanocolloid on survival rate after CCl4 administration. After administration platinum nanocolloid or water to C57BL/6 mice for one week, the mice were orally given 20% CCl4 (0.5 ml/kg BW) for twice a week. Survival was monitored daily up to 8 day after administration. 

Fig.11. Effect of platinum nanocolloid on CCl4-induced hepatotoxicity; levels of liver 
function enzymes which are various circulatory biochemical parameters: GOT (A), GPT (B), gamma-GT (C) and ALP (D) in plasma. After administration platinum nanocolloid or water to C57BL/6 mice for 7 days, the mice were injected with CCl4 (50μl/Kg BW, i.p.).  #P<0.001, significantly different form control.

Fig.12. Effect of platinum nanocolloid on TBARS formation in CCl4-induced hepatic damages in mice. After administration platinum nanocolloid or water to C57BL/6 mice for 7 days, the mice were injected with CCl4 (50μl/Kg BW, i.p.). The supernatant of liver tissue homogenate (200 μl) was mixed with 200 μl of 8.1% (v/v) sodium dodecyl sulfate, 1.15% (w/v) of KCl, 1.5 ml of 20 % acetic acid and 1.5 ml of 0.8% (w/v) TBA in a boiling water bath for 1 hr. After cooling, the lipid peroxidation product (MDA) was assayed according to an improved thiobarbituric acid reactive substances (TBARs) fluorometric method after excitation at 532 nm using 1,1,3,3-tetramethoxypropane (TEP) as the standard. The protein concentration was determined using a BCATM Protein Assay Reagent A and B (Thermo scientific). The results were expressed as MDA formation per milligram of protein.  Each column represents mean ± SD (n=4). *P<0.05, significantly different form control.

Fig.13 Effect of platinum nanocolloid on the level of iNOS and COX-2 expression in liver from CCl4-induced mice. The liver was isolated from the mice that administrate platinum nanocolloid or water to C57BL/6 mice for 7 days, the mice were injected with CCl4 (50μl/Kg BW, i.p.). The expression levels of COX-2 (A) and iNOS (B) genes were measured by RT-PCR. The intensity o0f the bands was densitometrically measured and normalized to the mRNA expression level of the β-actin gene.

Fig.14. Effect of platinum nanocolloid on CCl4-induced hepatotoxicity in liver tissue. After administration platinum nanocolloid or water to C57BL/6 mice for 7 days, the mice were injected with CCl4 (50μl/Kg BW, i.p.) with platinum nanocolloid or water. Liver tissue were isolated, fixed in 10% formalin for 24 h, and embedded in paraffin. Eight-micrometer thick section were obtained, mounted on the two glass slides and stained with hematoxylin-eosin. The light microscope shows a cross-section of liver tissue. The original magnification is x 40,400. Control (A), Water group (B), and Platinum nanocolloid group (C). 

Fig. 15. Effects of platinum nanocolloid on LPS-induced nitric oxide and TNFa release from Raw264.7 cell. Raw264.7 were stimulated with LPS (100 ng/ml), and incubated for 24 h with or without platinum nanocolloid. The amount of nitrite accumulation level (A) was determined by Griess reaction in the culture medium, and TNFa level (B) was measured by ELISA in the culture medium.

참 고 문 헌

1. Coyle, J. T., and Puttfarcken, P. (1993) Oxidative stress, glutamate, and neurodegenerative disorders. Science 262, 689-695
2. Frank, H., and Link, B. (1984) Anaerobic metabolism of carbon tetrachloride and formation of catabolically resistant phospholipids. Biochem Pharmacol 33, 1127-1130
3. Bokov, A., Chaudhuri, A., and Richardson, A. (2004) The role of oxidative damage and stress in aging. Mech Ageing Dev 125, 811-826
4. Hampton, M. B., Kettle, A. J., and Winterbourn, C. C. (1998) Inside the neutrophil phagosome: oxidants, myeloperoxidase, and bacterial killing. Blood 92, 3007-3017
5. Sen, C. K. (1995) Oxidants and antioxidants in exercise. J Appl Physiol 79, 675-686
6. McCay, P. B., Lai, E. K., Poyer, J. L., DuBose, C. M., and Janzen, E. G. (1984) Oxygen- and carbon-centered free radical formation during carbon tetrachloride metabolism. Observation of lipid radicals in vivo and in vitro. J Biol Chem 259, 2135-2143
7. Halliwell, B., and Gutteridge, J. M. (1985) The importance of free radicals and catalytic metal ions in human diseases. Mol Aspects Med 8, 89-193
8. Reddrop, C. J., Cheeseman, K. H., and Slater, T. F. (1983) Correlations between common tests for assessment of liver damage: indices of the hepatoprotective activity of promethazine in carbon tetrachloride hepatotoxicity. Cell Biochem Funct 1, 55-63
9. Isono, R., Yoshimura, T., and Esumi, K. (2005) Preparation of Au/TiO2 nanocomposites and their catalytic activity for DPPH radical scavenging reaction. J Colloid Interface Sci 288, 177-183
10. Aiuchi, T., Nakajo, S., and Nakaya, K. (2004) Reducing activity of colloidal platinum nanoparticles for hydrogen peroxide, 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl radical and 2,6-dichlorophenol indophenol. Biol Pharm Bull 27, 736-738

11. Moure, A., Franco, D., Sineiro, J., Dominguez, H., Nunez, M. J., and Lema, J. M. (2000) Evaluation of extracts from Gevuina avellana hulls as antioxidants. J Agric Food Chem 48, 3890-3897
12. Sun, T., Xu, Z., Wu, C. T., Janes, M., Prinyawiwatkul, W., and No, H. K. (2007) Antioxidant activities of different colored sweet bell peppers (Capsicum annuum L.). J Food Sci 72, S98-102
13. Green, L. C., Wagner, D. A., Glogowski, J., Skipper, P. L., Wishnok, J. S., and Tannenbaum, S. R. (1982) Analysis of nitrate, nitrite, and [15N]nitrate in biological fluids. Anal Biochem 126, 131-138
14. Gutteridge, J. M. (1987) Ferrous-salt-promoted damage to deoxyribose and benzoate. The increased effectiveness of hydroxyl-radical scavengers in the presence of EDTA. Biochem J 243, 709-714
15. Adams, J. D., Jr., Lauterburg, B. H., and Mitchell, J. R. (1983) Plasma glutathione and glutathione disulfide in the rat: regulation and response to oxidative stress. J Pharmacol Exp Ther 227, 749-754
16. Constantin, M., Bromont, C., Fickat, R., and Massingham, R. (1990) Studies on the activity of bepridil as a scavenger of free radicals. Biochem Pharmacol 40, 1615-1622
17. Rekka, E., and Kourounakis, P. N. (1991) Effect of hydroxyethyl rutosides and related compounds on lipid peroxidation and free radical scavenging activity. Some structural aspects. J Pharm Pharmacol 43, 486-491
18. Halliwell, B. (1990) How to characterize a biological antioxidant. Free Radic Res Commun 9, 1-32
19. Marnett, L. J. (1999) Lipid peroxidation-DNA damage by malondialdehyde. Mutat Res 424, 83-95
20. Moore, L., Rodman Davenport, G., and Landon, E. J. (1976) Calcium uptake of a rat liver microsomal subcellular fraction in response to in vivo administration of carbon tetrachloride. J Biol Chem 251, 1197-1201

21. Hofmann, A. F., and Popper, H. (1987) Ursodeoxycholic acid for primary biliary cirrhosis. Lancet 2, 398-399
22. Frimpong, N. A., and Lapp, J. A. (1989) Effects of moderate alcohol intake in fixed or variable amounts on concentration of serum lipids and liver enzymes in healthy young men. Am J Clin Nutr 50, 987-991
23. Pilz, J., Meineke, I., and Gleiter, C. H. (2000) Measurement of free and bound malondialdehyde in plasma by high-performance liquid chromatography as the 2,4-dinitrophenylhydrazine derivative. J Chromatogr B Biomed Sci Appl 742, 315-325
24. Suttnar, J., Cermak, J., and Dyr, J. E. (1997) Solid-phase extraction in malondialdehyde analysis. Anal Biochem 249, 20-23
25. Suttnar, J., Masova, L., and Dyr, J. E. (2001) Influence of citrate and EDTA anticoagulants on plasma malondialdehyde concentrations estimated by high-performance liquid chromatography. J Chromatogr B Biomed Sci Appl 751, 193-197
26. Takeda, Y., Ichihara, A., Tanioka, H., and Inoue, H. (1964) The Biochemistry of Animal Cells. I. The Effect of Corticoteroids on Leakage of Enzymes from Dispersed Rat Liver Cells. J Biol Chem 239, 3590-3596